【 – 字数作文】
【一】:无菌操作基本技术
无菌操作基本技术
1. 实验进行前，无菌室及无菌操作台(laminar flow) 以紫外灯照射30-60 分钟灭菌，以70 % ethanol 擦拭无菌操作抬面，并开启无菌操作台风扇运转10 分钟后，才开始实验操作。每 次操作只处理一株细胞株，且即使培养基相同亦不共享培养基，以避免失误混淆或细胞间 污染。实验完毕后，将实验物品带出工作台，以70 % ethanol 擦拭无菌操作抬面。操作间 隔应让无菌操作台运转10 分钟以上后，再进行下一个细胞株之操作。
2. 无菌操作工作区域应保持清洁及宽敞，必要物品，例如试管架、吸管吸取器或吸管盒等可 以暂时放置，其它实验用品用完即应移出，以利于气流之流通。实验用品以70 % ethanol 擦 拭后才带入无菌操作台内。实验操作应在抬面之中央无菌区域，勿在边缘之非无菌区域操 作。
3. 小心取用无菌之实验物品，避免造成污染。勿碰触吸管尖头部或是容器瓶口，亦不要在打 开之容器正上方操作实验。容器打开后，以手夹住瓶盖并握住瓶身，倾斜约45° 角取用， 尽量勿将瓶盖盖口朝上放置桌面。
4. 工作人员应注意自身之安全，须穿戴实验衣及手套后才进行实验。对于来自人类或是病毒 感染之细胞株应特别小心操作，并选择适当等级之无菌操作台(至少Class II)。操作过程 中，应避免引起aerosol 之产生，小心毒性药品，例如DMSO 及TPA 等，并避免尖锐 针头之伤害等。
5. 定期检测下列项目：
5.1. CO2 钢瓶之CO2 压力
5.2. CO2 培养箱之CO2 浓度、温度、及水盘是否有污染(水盘的水用无菌水，每周更换)。
5.3. 无菌操作台内之airflow 压力，定期更换紫外线灯管及HEPA 过滤膜，预滤网(300 小时/预滤网，3000 小时/HEPA)。
6. 水槽可添加消毒剂(Zephrin 1:750)，定期更换水槽的水。
培养基
1. 液体培养基贮存于4 oC 冰箱，避免光照，实验进行前放在37 oC 水槽中温热。
2. 液体培养基(加血清) 存放期为六个月，期间glutamine 可能会分解，若细胞生长不佳， 可以再添加适量glutamine。
3. 粉末培养基配制(以1 升为例)：
3.1. 细胞培养基通常须添加10 % 血清，因此粉末培养基之配制体积为900 ml，pH 为
7.2 – 7.4。NaHCO3 为另外添加，若将NaHCO3 粉末直接加入液体培养基中会造成 pH 之误差，或局部过碱。因此粉末培养基及NaHCO3 粉末应分别溶解后才混合， 然后用CO2 气体调整pH，而非用强酸(HCl)或强碱(NaOH)，因为氯离子对细胞生 长可能有影响，且贮存时培养基的pH 易发生改变。
3.2. 材料：
3.2.1. 纯水(milli-Q 水或二次至三次蒸馏水，水品质非常重要)
3.2.2. 粉末培养基
3.2.3. NaHCO3 (Sigma S-4019)
3.2.4. 电磁搅拌器
3.2.5. 无菌血清瓶
3.2.6. 0.1 或0.2 mm无菌过滤膜
3.2.7. pH meter
3.2.8. 真空帮浦
3.2.9. CO2 气体
3.3. 步骤：
3.3.1. 取粉末培养基溶于700 ml milli-Q 水中，搅拌使其溶解。
3.3.2. 称取适量之NaHCO3 粉末(数量依培养基种类而异，表一)溶于200ml
milli-Q 水中，搅拌使其溶解，然后通入CO2 气体至饱和，约3-5 分钟。
3.3.3. 将溶解且含饱和CO2 之NaHCO3 溶液加入溶解之液体培养基中混合。混后 溶液之pH 应为7.2-7.4，除非pH 值偏差太大，否则不需用酸碱再调整之。
若为太碱，可再通入CO2 气体调整pH。培养基以真空帮浦通过过滤膜时，
pH 会升高0.1-0.2。
3.3.4. 以0.1 或0.2 mm 无菌过滤膜过滤灭菌，同时分装至无菌容器中，标示培养 基种类、日期、瓶号等，贮存于4 oC。(血清亦可加入培养基中一起过滤)
3.3.5. 配制之培养基配制须作生长试验与污染测试。
4. 配制培养基之生长测试
4.1. 材料：
4.1.1. MDCK cell (ATCC CCL-34 或CCRC 60004)
4.1.2. 6-well TC plate (or 35 mm TC dish)
4.1.3. methanol
4.1.4. glacial acetic acid
4.1.5. 10 % Giemsa solution (GibcoBRL 10092-013)
4.2. 步骤：
4.2.1. 以待测试培养基培养MDCK cell，接种MDCK 细胞于6-well plate (或35
mm TC dish) 中，每个well 接种1 × 102 活细胞，同时作对照组实验。
4.2.2. 接种5～7 天后，在100 倍倒立显微镜作观察细胞群落之生长，待细胞群
落大到可以肉眼观察，而群落间不互相接触时即可。
4.2.3. 去除培养基，加入1 ml Carnoy’s 固定液(甲醇：冰醋酸﹦ 3:1)，室温下静 置10 min。
4.2.4. 去除固定液，水洗二次。
4.2.5. 加入1 ml 10 % Giemsa solution，，室温下静置染色2-3 min。
4.2.6. 去除染液，水洗二次。
4.2.7. 以肉眼计数群落数，并比较之，若新配制或新批号的培养基对细胞生长不
佳，则丢弃之。
血清
1. 血清必须贮存于–20 ～ -70 oC，若存放于4 oC，请勿超过一个月。如果一次无法用完一 瓶，可将40～45 ml 分装于无菌50 ml 离心管中，由于血清结冻时体积会增加约10 %， 必须预留此膨胀体积之空间，否则易发生污染或容器冻裂之情形。
2. 一般厂商提供之血清为无菌，不需再无菌过滤。若发现血清有许多悬浮物，则可将血清加 入培养基内一起过滤，勿直接过滤血清。
3. 瓶装(500ml) 血清解冻步骤(逐步解冻法): -20 oC 或–70 oC 至4 oC 冰箱溶解一天，至室 温下全溶后再分装，一般以50 ml 无菌离心管可分装40～45 ml。在溶解过程中须规则摇
晃均匀(小心勿造成气泡)，使温度与成分均一，减少沉淀的发生。勿直接由–20 oC 直接 至37 oC 解冻，因温度改变太大，容易造成蛋白质凝结而发生沉淀。
4. heat-inactivation 是指56 oC, 30 分钟加热已完全解冻之血清。加热过程中须规则摇晃均 匀。此热处理之目的是使血清中之补体成份(complement) 去活化。除非必须，一般不建 议作此热处理，因为会造成沉淀物之显著增多，且会影响血清之品质。补体参与之反应有： cytolytic activities, contraction of smooth muscle, release of histamine from mast cells and platelets, enhanced phagocytosis, chemotaxis and activation of lymphocytic and macrophage cell
type。
5. 勿将血清置于37 oC 太久，若在37 oC 放置太久，血清会变得混浊，同时血清中许多较 不稳定之成份亦会因此受到破坏，而影响血清之品质。
6. 血清之沉淀物
6.1. 凝絮物：发生之原因有许多种，但普遍之原因是血清中之脂蛋白(lipoprotein) 变性 及解冻后血清中存在之血纤维蛋白(fibrin) 造成，这些凝絮沉淀物不会影响血清本
身之品质。若欲减少这些凝絮沉淀物，可用离心3000 rpm, 5 min 去除，或离心后上 清液可以加入培养基中一起过滤。不建议用过滤步骤去除这些凝絮沉淀物，因为会 阻塞过滤膜。
6.2. 显微镜下观察之“小黑点”：通常经过热处理之血清，沉淀物的形成会显著的增多。 有些沉淀物在显微镜下观察像是“小黑点”，常会误认为血清遭受污染，而将血清
放在37 oC 中欲培养此“微生物“，但在37 oC 环境下，又会使此沉淀物增多，更 会误认为微生物之增殖，但以培养细菌之培养基检测，又没有污染。一般而言，此 小黑点应不会影响细胞之生长，但若怀疑此血清之品质，应立即停用，更换另一批 号的血清。
7. 血清之生长测试
7.1. 材料：
7.1.1. MDCK cell (ATCC CCL-34 或CCRC 60004)
7.1.2. a-MEM (alpha modified minimal essential medium, GibcoBRL 12000-022 )
7.1.3. 6-well TC plate (or 35mm TC dish)
7.1.4. methanol
7.1.5. glacial acetic acid
7.1.6. 10 % Giemsa solution(GibcoBRL 10092-013)
7.2. 步骤：
7.2.1. 以a-MEM with 10 % FBS (已测试过) 培养MDCK 细胞于T75 flask 至80
% confluency。
7.2.2. 以trypsin-EDTA 处理细胞，离心后，加入适量不加血清之a-MEM 制成细
胞悬浮液，并测细胞浓度。以不加血清之a-MEM 稀释细胞浓度为1×102 活
细胞数/ ml。
7.2.3. 将1 ml 细胞悬浮液接种入6-well plate 中，并另加入1 ml 含不同浓度的血 清(20 % , 10 % , 4 % , 2 % , 1 % , 0.4 %) 之a-MEM，使血清最终浓度为10
% , 5 % , 2 % , 1 % , 0.5 % , 0.2 %。用已测试过之血清同时进行对照组试验。
7.2.4. 37 oC，5 % CO2 培养箱培养5-7 天，期间不需更换培养基，待细胞群落大 到可以肉眼观察，而群落间不互相接触即可。
7.2.5. 去除培养基，加入1 ml Carnoy’s 固定液(甲醇:冰醋酸﹦ 3:1)，室温下静
置10 min。
7.2.6. 去除固定液，水洗二次。
7.2.7. 加入1 ml 10 % Giemsa solution，，室温下静置染色2-3 min。
7.2.8. 去除染液，水洗二次。
7.2.9. 以肉眼计数群落数
7.2.10. 计算SPE ( Serum Plating Efficiency )：
SPE = ( no. of colonies / well ) / 100 x 100 %
7.2.11. 计算RPE(Relative Plating Efficiency)：
SPE = [ total colonies of six well (test) / Total colonies of six well (control) ] x100 %
7.3. 比较各浓度血清培养基之RPE，即可得知待测血清对细胞生长的影响。
7.4. 订购多量同一批号的优良血清，置于–70 oC 保存之
冷冻细胞活化
1. 冷冻细胞之活化原则为快速解冻，以避免冰晶重新结晶而对细胞造成伤害，导致细胞之死 亡。
2. 细胞活化后，约需数日，或继代一至二代，其细胞生长或特性表现才会恢复正常(例如产生 单株抗体或是其它蛋白质)。
3. 材料
3.1 37 oC 恒温水槽
3.2 新鲜培养基
3.3 无菌吸管/ 离心管/ 培养瓶
3.4 液氮或干冰容器
4. 步骤：
4.1 操作人员应戴防护面罩及手套，防止冷冻管可能爆裂之伤害。
4.2 自液氮或干冰容器中取出冷冻管，检查盖子是否旋紧，由于热胀冷缩过程，此时 盖子易松掉。
4.3 将新鲜培养基置于37 °C 水槽中回温，回温后喷以70 % 酒精并擦拭之，移入无 菌操作台内。
4.4 取出冷冻管，立即放入37 °C 水槽中快速解冻，轻摇冷冻管使其在1 分钟内全 部融化，以70 % ethanol 擦拭保存管外部，移入无菌操作台内。
4.5 取出0.9 ml 解冻之细胞悬浮液，缓缓加入有培养基之培养容器内(稀释比例为
1:10～1:15)，混合均匀，放入CO2 培养箱培养。另取0.1 ml 解冻细胞悬浮液作
存活测试。
4.6 解冻后是否立即去除冷冻保护剂(例如DMSO 或glycerol)，依细胞种类而异，
一般而言，大都不需要立即去除冷冻保护剂。惟若要立即去除，则将解冻之细胞
悬浮液加入含有5-10 ml 培养基之离心管内，离心1,000 rpm, 5 分钟，移去上清
液，加入新鲜培养基，混合均匀，放入CO2 培养箱培养。
4.7 若不需立即去除冷冻保存剂，则在解冻培养后隔日更换培养基。
细胞传代培养
1. 细胞生长至高密度时，即须分殖至新的培养瓶中，一般稀释比例为1:3 至1:6，依细胞 种类而异。
2. 材料：
2.1. 无菌磷酸生理缓冲液(Dulbecco’s phosphate-buffered saline, Ca++/Mg++ free, D-PBS, GibcoBRL 21600-010)
2.2. trypsin-EDTA solution (0.05% trypsin-0.53mM EDTA-4Na, GibcoBRL 25300-062)： 以10 ml 分装于15 ml 无菌离心管中，保存于–20 oC，使用前放在37 oC 水槽 回温。
2.3. 新鲜培养基
2.4. 无菌吸管/离心管/培养瓶
3. 步骤：
3.1. 附着型胞(adherent cell)
3.1.1. 吸掉旧培养液。
3.1.2. 用D-PBS 洗涤细胞一至二次。
3.1.3. 加入trypsin-EDTA 溶液(1ml/25cm2, 2ml/75cm2)，37 oC 作用数分钟，于倒 立显微镜下观察，当细胞将要分离而呈现圆粒状时，吸掉trypsin-EDTA 溶
液。(若不移去trypsin-EDTA，则在trypsin-EDTA 作用后，加入适量含血清
之新鲜培养基终止trypsin 作用，离心后再吸掉上清液。)
3.1.4. 轻拍培养瓶使细胞自瓶壁脱落，加入适量之新鲜培养基，以吸管上下吸放数 次以打散细胞团块，混和均匀后，依稀释比例转移至新的培养瓶中，以正常 培养条件培养。
3.2. 悬浮型细胞(suspension cell)
3.2.1. 吸出细胞培养液，放入离心管中，离心1000 rpm 5 分钟。
3.2.2. 吸掉上清液，加入适量之新鲜培养基，混和均匀后，依稀释比例转移至新的 培养瓶中，以正常培养条件培养。
3.3. 融合瘤(hybridoma)
3.3.1. 有些hybridoma cell 需培养三天以上才会产生抗体，若是更换培养基，则可 能会失去抗体。因此继代培养不需离心后更换培养基，直接添加新鲜培养基 稀释细胞浓度即可。若体积太大，可倾斜放置，或分殖至新培养瓶中。
细胞计数与存活测试
1. 原理：
1.1. 计算细胞数目可用血球计数盘或是Coulter counter 粒子计数器自动计数。
1.2. 血球计数盘一般有二个chambers，每个chamber 中细刻9 个1 mm2 大正方形， 其中4 个角落之正方形再细刻16 个小格，深度均为0.1 mm。当chamber 上方 盖上盖玻片后，每个大正方形之体积为1 mm2 x 0.1 mm=1.0 x 10-4 ml。使用时，计 数每个大正方形内之细胞数目，乘以稀释倍数，再乘以104，即为每ml 中之细胞 数目。
1.3. 存活测试之步骤为dye exclusion，利用染料会渗入死细胞中而呈色，而活细胞因细 胞膜完整，染料无法渗入而不会呈色。一般使用蓝色之trypan blue 染料，如果细
【二】:无菌技术与基本手术操作规范
无菌技术与基本手术操作规范
手或臂部皮肤有破损或有化脓性感染时，不能参加手术。
进入手术室之前，要先剪短指甲，并去除甲缘下的积垢。
进入手术室应换洗手衣，戴口罩帽子，口罩必须遮住口鼻，帽子须完全收纳头发。 肥皂刷洗，乙醇浸泡洗手法
1、 洗手前需将洗手衣袖口挽至肘上10cm以上。手术者先用肥皂作一般的洗手，用流水冲净后再用无菌毛刷蘸浓肥皂水按以下顺序彻底、无遗漏地刷洗手和臂：先刷指尖，然后刷手、腕、前臂、肘部至上臂下10cm，两手臂交替刷洗，每刷洗3分钟用清水冲洗一次，共3次，10分钟左右。特别要注意甲缘、甲沟、指蹼、腕、肘部等处的刷洗。一次刷完后，手指朝上肘朝下，用清水冲去手臂上的肥皂水。3次结束后用无菌毛巾从手到肘部擦干手及臂，擦过肘部的毛巾不可再擦手部。
2、将双手至上臂下6cm浸泡在盛70%乙醇的桶内5分钟，注意手臂不可碰触乙醇桶口。浸泡毕，晾干。双手保持于胸前半伸位（拱手姿势，手臂不应下垂），不可再接触未经消毒的物品，否则应重新浸泡消毒。进入手术间穿手术衣，戴手套。 肥皂洗刷，碘伏洗手法
1、按肥皂液刷手法的顺序和范围、步骤刷手一次，清水冲净。用无菌毛巾擦干。
2、用浸透0.5%碘伏的纱布涂擦手和前臂2遍（同刷手顺序），稍晾干后穿手术衣和戴手套。
冲洗方法 消毒毛刷刷洗 无菌干毛巾拭干
连续手术洗手法
1、结束一台手术后，先洗去手套上的血迹，由他人解开衣带，将手术衣向前翻转脱下；脱衣袖时顺带将手套上部翻转于手上，右手伸入左手手套反折部之外圈中脱下该手套，左手拿住右手套内面脱去该手套（先脱右手套也可）。
2、如果手未沾染血迹，重用消毒肥皂水刷手、臂3分钟，消毒液浸泡消毒后，再穿手术衣，戴手套。如果手已沾染血迹，应重新彻底刷手、臂和浸泡消毒。
3、注意在施行污染手术后，接下一台手术应重新彻底刷手、臂和浸泡消毒。
急诊手术洗手法
若非特别紧迫的手术，应按上述方法进行彻底的手和手臂的消毒；在紧急情况下，优先采用碘伏洗手法，可节约时间；无此条件者可用3%-5%的碘酒涂擦双手及前臂，再用70%的酒精棉球涂擦1-2遍，即可戴无菌手套。若要穿手术衣，应将袖口留在手套腕部外面，然后再戴一副手套。
穿手术衣
1、穿传统无菌手术衣
从器械台上取出已消毒的手术衣，面对无菌手术台，提起衣领两角，将手术衣轻轻抖开，注意勿将衣服外面对向自己或触碰到其他有菌物品或地面。轻轻抛起衣服，顺势将两手插入衣袖内，两臂前伸，不可将手超出无菌区范围，让（巡回护士或助手）从背后协助穿上。最后双臂交叉提起腰带向后递，由（巡回护士或助手）在身后将带系紧。
2、穿包背式无菌手术衣
包背式无菌手术衣穿衣方法基本同上，只是当术者穿上手术衣、带好无菌手套后，器械护士将腰带递给术者自己系扎，包背式手术衣的后叶盖住术者的身后部分使其背后亦无菌。
注意穿好手术衣后，双手半伸置于胸前，避免碰触周围的人或物。不可将手置于腋下、上举或下垂。注意手术衣的无菌范围为：肩以下，腰部以上，两侧腋中线之前。
拿起手术衣并辨别方向 手提衣领两端 充分抖开全衣
抛起手术衣，双手插入衣袖 巡回护士协助穿衣 双手交叉提起腰带
助手将腰带递给术者自己系扎 手术衣后页盖在术者身后部分
戴手套
目前多数医院都采用经高压蒸气灭菌的干手套，较少使用消毒液浸泡的湿手套。没有戴无菌手套的手，只允许接触手套套口的向外翻折部分，不能碰到手套外面。
1. 戴干手套法：先穿手术衣后戴手套。取出手套夹内无菌滑石粉包，轻轻敷擦双手，使之干燥光滑。用左手自手套夹内捏住手套套口翻折部，将手套取出，在无菌区内，先用右手插入右手手套内，注意勿触及手套外面；再用已戴好手套的右手指插入左手手套的翻折部，帮助左手插入手套内。已戴手套的右手不可触碰左手皮肤。将手套翻折部翻回手术衣袖口。用无菌盐水冲净手套外面的滑石粉。
先戴右手手套 戴好手套的右手插入左手手套的反折部 戴左手手套 左手手套反折部翻回
2.戴湿手套法：先戴手套后穿手术衣，手套内要先盛放适量的无菌水，使手套撑开，便于戴上。戴好手套后，将手腕部向上稍举起，使水顺前臂沿肘流下，再穿手术衣。
带湿无菌手套消毒
消毒应在手、臂消毒后，尚未穿手术衣戴手套之前进行。具体步骤为：
1、 助手从器械护士手中接过盛有浸蘸有消毒液纱布或棉球的消毒碗盘与敷料钳。
2、 第一遍消毒由手术区中心开始，逐步向外周扩展，无遗漏，无返回的涂布整个消毒区，注意消毒液不能浸蘸过多，以免引起周围皮肤粘膜的刺激与损伤。
3、 待第一遍消毒液晾干后，以同样的方法消毒第二遍，不能超过第一次消毒范围。
4、 待第二遍消毒液晾干后，换消毒钳以同样的方法消毒第三遍。
5、 手不可碰到手术区。皮肤消毒完毕，铺无菌巾单，然后双手在浸泡于洗手消毒液中3分钟。
【注意事项】
1、如皮肤上有较多油脂或胶布粘贴的残迹，可先用汽油或松节油拭去。然后用
2.5～3%碘酊涂擦皮肤，待碘酊干后，以70%酒精涂擦两遍，将碘酊擦净。
2、另一种消毒方法是用0.5%碘尔康溶液或1∶1000新洁尔灭溶液涂擦两遍。
3、对婴儿、面部皮肤、口腔、肛门、外生殖器等部位，可选用刺激性小、作用较持久的0.75%吡咯烷酮碘消毒。在植皮时，供皮区的消毒可用70%酒精涂擦2～3次。
4、涂擦上述药液时，应由手术区中心部向四周呈叠瓦状涂擦，勿留空白区。如为感染伤口，或为肛门区手术，则应自手术区外周涂向感染伤口或会阴、肛门处。已经接触污染部位的药液纱布，不应再返擦清洁处；
5、手术区皮肤消毒范围至少要包括手术切口周围15cm的区域。如手术有延长切口的可能，则应事先相应扩大皮肤消毒范围。
1、颅脑手术；2、颈部手术；3、胸部手术；4、腹部手术；5、腹股沟和阴囊手术；、
6、肾脏手术；7、会阴部手术；8、四肢手术
铺巾
手术区皮肤消毒后，由执行消毒的医师及器械护士协同做手术区域无菌巾单的铺放，顺序是先铺无菌巾，再铺无菌单。无菌巾单的铺盖方法因手术部位而异，但总的原则是要求将病人的全身遮盖，准确地显露手术视野。一般无菌手术切口周围至少要有四层无菌巾单。小手术用消毒巾、孔单即可。
以腹部手术为例：需消毒巾四块，薄膜手术巾一块，中单两条，剖腹单一条。铺盖步骤如下：
1、 护士传递第一块消毒巾折边向着铺单者；
2、 铺单者接第一块消毒巾，盖住切口的会阴侧；
3、 第二块消毒巾盖住铺单者的对侧；
4、 第三块消毒巾盖住切口的头侧；
5、 第四块消毒巾盖住切口的铺单者贴身侧；
6、 将薄膜手术巾放于切口的一侧，撕开一头的防粘纸并向对侧拉开，可将薄膜手术巾覆盖于手术切口部位；
7、 切口部位上、下各铺中单一条；
8、 最后铺剖腹单，开口正对切口部位，先向上展开，盖住麻醉架，再向
下展开，盖住手术托盘及床尾。
【三】:医疗护理技术操作规程
医 疗 护 理 技 术 操 作 规 程
一、常用各种注射法 (一)
1
2
旋转涂擦，直径应在
5cm
3www.fz173.com_无菌技术操作小结1000字。
4
不漏气；针头应选择型号合适、无钩、无锈、无弯曲的锐利针头。注射器和针头
5
6
注射前，须排尽注射器内的空气，同时要防止药液浪费。
7
8紧并下压折针周围皮肤，以露出断端，迅速以血管钳夹住断端，拔出。
9 (二)
1 将安瓿尖端药液弹至体部，用酒精棉签消毒安瓿颈及砂轮后，在安瓿颈部划一锯痕，然后重新消毒，拭去细屑，折断安瓿，用注射器将针头斜面向下放入安瓿内
的液面下，抽动活塞，进行吸药。吸药时不得用手握住活塞，只能持活塞柄。抽
2
除去铝盖的中央部分，用酒精棉签消毒瓶塞，待干。向瓶内注入和所需药液等量的空气(以增加瓶内压力，避免形成负压)，倒转药瓶及注射器，使针头在液面以下，吸取药液至所需量，再以食指固定针栓，拔出针头。然后把针头垂直向上，轻轻拉动活塞使针头中的药液流入注射器内，并使气泡聚集在乳头口，稍推
活塞，驱出气体。有的注射器乳头偏向一侧，驱出气泡时，应使注射器乳头朝上
3
可用无菌等渗盐水或注射用水将药溶化(某些药物有专用溶媒)，待充分溶解后吸取。注射粘稠油剂时，可先加温(药液易被热破坏者除外)或将瓶用两手对搓后再抽吸。如为混悬液，应先摇匀后再吸药。油剂混悬剂使用时应选用稍粗的针
头，刺入要深，并固定好针栓部，以防用力推注时，注射器和针头脱开，药液外
(三)皮内注射法(ID)
1
2:
1
3
注射盘内放70%酒精、棉签或酒精棉球、无菌持物钳、弯盘、试敏药物、无菌1ml注射器和4 1／2—5号针头。0.1%肾上腺素1支。 4 (1)
(2)选好注射器及针头，吸取药液，排除注射器内空气，用70%酒精棉签消
(3)左手绷紧皮肤，右手持注射器，将针头斜面向上，与皮肤几乎平行地刺入表皮和真皮之间，推药0.05—0.1ml，使局部形成一圆形隆起的皮丘，皮肤发
(4)拔针时勿按揉针眼。向病人交待注意事项，按时观察反应。
(5)局部反应可疑时需二人判定，必要时作对照试验，在另一臂相同部位注入01ml等渗盐水，20 (四) 1 用于预防接种、局部麻醉、需迅速达到药效和不能或不宜经口服给药时采用。 2 3
注射盘内放2—5ml无菌注射器、针头盒内盛5号及6号针头、无菌持物镊、
4 (1)
(2)左手绷紧皮肤，右手持注射器，针头斜面向上呈30—40℃角，迅速进针2/3
(3)注射毕，用棉签或干棉球轻压针刺处，迅速拔针，整理用物。 (五)肌肉注射法(IM或im)
1 2
选择肌肉较厚，离大神经、大血管较远的部位。常选臀大肌、臀中肌、臀小
(1) ①十字法：从臀裂顶点向身体外侧引一水平线，再过髂嵴最高